利用声动力学N₂O微泡改善HIFU癌症治疗

摘要

高强度聚焦超声（HIFU）是代表性无创癌症治疗方法，但治疗效果低、损伤周围正常组织风险阻碍其临床进一步发展应用。声动力学治疗（SDT）利用超声处理期间声敏剂产生活性氧分子杀伤肿瘤细胞。SDT可像微泡一样增强HIFU疗效。本研究采用改进机械振荡法制备纳米级N₂O微泡（N₂O-mbs）。这些微泡表现良好生物相容性和肿瘤细胞结合能力。通过检测活性氧生成，在细胞外和细胞内均检测到N₂O-mbs的声敏性。评价了这些声动力学微泡对肿瘤细胞毒性效应及对HIFU治疗的协同效应。超声照射下N₂O-mbs产生活性氧显著诱导细胞凋亡。N₂O-mbs联合HIFU在体外增加肿瘤细胞坏死和凋亡，在体外牛肝靶区增加凝固坏死体积和回声强度。体内实验也证实这些声动力学微泡高效抑制肿瘤生长。N₂O-mbs凭借微泡优势和卓越声敏性，显著影响HIFU治疗和消融效果。该发现提示N₂O-mbs可能是一种新型超声辅助剂，可用于促进HIFU肿瘤热消融。

引言

恶性肿瘤是威胁人类生命健康的主要疾病之一。高强度聚焦超声（HIFU）是肿瘤无创局部消融新技术。HIFU已成功用于肝、肾、胰、前列腺、乳腺、骨、子宫等良恶性实体瘤治疗。然而，HIFU固有局限性如治疗中超声能量衰减、靶区能量聚集减弱、非靶向健康组织损伤降低治疗效果。HIFU聚焦场小，通常毫米量级，消融大肿瘤耗时长。延长照射时间升高体温甚至达39.2°C。肿瘤体深度增加需增加HIFU消融能量。这些增加患者物理损伤风险，降低HIFU治疗效率和安全性。因此近年研究者致力寻找提高HIFU治疗效率方法。微泡可协同改善HIFU治疗疗效。微泡内气体属高声阻抗材料，HIFU照射肿瘤组织区域时微泡增加超声波在靶区散射和反射。微泡增加靶区温度，通过增加靶区HIFU能量聚集增强热效应。此外，微泡作为外源空化核降低组织空化阈值，增强HIFU穿过血液循环进入肿瘤组织时的空化效应。近年研究表明声动力学治疗（SDT）可协同增强HIFU治疗疗效。声敏剂与超声相互作用产生活性氧（ROS），包括单线态氧和羟基自由基，通过凋亡和坏死杀伤肿瘤细胞抑制肿瘤生长。SDT在无创肿瘤治疗领域近年取得巨大进展，能较常规单一疗法降低药物剂量和HIFU照射功率。为充分利用两者优势，本研究结合微泡和声动力学效应进一步提高HIFU疗效。声敏剂是SDT重要组成。目前研究大多传统声敏剂源自光敏剂。N₂O是光敏剂，紫外光照射下产生有毒物质。本研究初步探索N₂O声敏性。我们先前发现HIFU手术中应用N₂O吸入麻醉加重组织损伤程度，包括腹部和皮肤充血增厚。N₂O与HIFU联用对组织损伤起协同作用。但N₂O在HIFU治疗中何种生物学效应尚不清楚。N₂O是相对稳定小分子气体，细胞内无生物转化和组织特异性，广泛分布于组织且无毒性。故作为声敏剂极具吸引力。本研究用脂质包裹N₂O和C₃F₈制备纳米级微泡（N₂O-mbs）。降低N₂O剂量并有效将其体内作用范围限制在肿瘤组织区域。考察N₂O声动力学效应及其对HIFU疗效协同作用。

材料与方法

材料

1,2-二十六酰基-rac-甘油-3-磷酸胆碱（DPPC）和1,2-二硬脂酰基-sn-甘油-3-磷酸乙醇胺-N-[甲氧基(聚乙二醇)-2000]（DSPE-mPEG2000）购自Avanti Polar Lipids（美国阿拉巴马）。甘油和琼脂糖购自Sigma Aldrich（美国圣路易斯）。N₂O和C₃F₈购自重庆瑞信气体有限公司（中国）。4′,6-二脒基-2-苯基吲哚（DAPI）、1,1′-二十八烷基-3,3,3′,3′-四甲基吲哚碳氰酸高氯酸盐（DiI）、2′,7′-二氯荧光素二乙酸酯（DCFH-DA）、3-氨基,4-氨基甲基-2′,7′-二荧光素二乙酸酯（DAF-FM DA）和CCK-8购自贝用生物技术（重庆）。钙黄绿素-AM（CAM）和碘化丙啶（PI）购自Santa Cruz Biotechnology（美国德州）。Annexin V-FITC/PI购自南京科捷生物技术（南京）。单线态氧传感器绿（SOSG）购自Invitrogen（美国纽约）。

N₂O-mbs和C₃F₈-mbs制备

N₂O-mbs采用旋转薄膜结合机械振荡法制备。以DPPC和DSPE-PEG2000为壳材料，N₂O为核心。简述：5 mg DPPC、2 mg DSPE-PEG2000和10 mL氯仿同时倒入圆底烧瓶，超声波混合充分溶解。旋转蒸发仪（60 min，55°C，100 r/min）成膜。加入2 mL 10%甘油水化脂质膜制备悬液。取500 μL置于胶囊管，橡胶塞封口。气体置换装置置换管内空气为N₂O和C₃F₈。银汞胶囊混合器（YJT-2，上海医疗器械有限公司）机械振荡150 s。差速离心获得目标N₂O-mbs：300 rpm离心5 min，然后800 rpm离心5 min。N₂O-mbs用PBS重悬，4°C保存备用。

C₃F₈-mbs用相同机械振荡法制备，如前文[25]所述。DiI标记N₂O-mbs可在旋转成膜时加入DiI制备。值得注意的是N₂O分子量低且不稳定，微泡中N₂O易溢出，半衰期缩短。C₃F₈是大分子惰性气体，广泛用于超声微泡造影剂研究，可增加微泡稳定性。因此本研究混合N₂O和C₃F₈（2:1）作为N₂O-mbs核心以增加稳定性。

N₂O-mbs制备与性能检测

明场光学显微镜观察N₂O-mbs形态和粒径分布。球形计数器按计算指南计算N₂O-mbs和C₃F₈-mbs浓度。动态激光光散射系统（Malvern Instruments，英国Malvern）测定N₂O-mbs平均粒径和zeta电位。透射电镜（TEM，Hitachi H-7600，日本日立）表征N₂O-mbs结构形态。制备N₂O-mbs 4°C保存。为观察稳定性，第1、2、3天记录形态和浓度，同时测定平均粒径和zeta电位。

细胞培养与动物模型

人乳腺癌细胞（MDA-MB-231；重庆锦琪科技发展有限公司）复苏后传代不超过3个月。37°C、5% CO₂培养箱维持，含10%胎牛血清、50 μg/L链霉素、50 μg/L青霉素的DMEM培养基。细胞融合度达80%用于实验。

所有动物实验遵循重庆医科大学动物伦理委员会指南。购买雌性裸鼠（4-6周龄，15-20 g，重庆医科大学动物实验中心）。建立实体瘤：MDA-MB-231细胞（1×10⁶ cells/mL）悬于生理盐水（100 μL）皮下注射至每只小鼠右侧后腰。肿瘤体积达约150 mm³时用于治疗实验。

N₂O-mb细胞内摄取与生物相容性评价

生长期MDA-MB-231细胞接种于共聚焦激光扫描显微镜（CLSM）培养皿，密度约1×10⁵ cells/皿，培养24 h。加入100 μL DiI标记N₂O-mbs完全培养基稀释液（1×10⁵ bubbles/mL）填满共聚焦皿。微孔板封口膜密封，倒置置于培养箱，使N₂O-mbs与细胞接触。共孵育2 h和4 h后，PBS轻柔洗涤3次，4%多聚甲醛（PFA）固定20 min，DAPI染色20 min。CLSM（Nikon A1，日本）观察N₂O-mbs细胞靶向行为。

CCK-8法评价N₂O-mbs细胞毒性。MDA-MB-231细胞接种96孔板（5×10⁴ cells/孔）24 h。加入100 μL不同浓度（1×10⁴/mL、1×10⁵/mL、1×10⁶/mL）N₂O-mb。孵育24 h后每孔加CCK-8溶液（10 μL），37°C继续培养2 h。Bio-Tek酶标仪（Thermo Fisher Scientific，美国佛蒙特）450 nm测定吸光度。

10只健康雌性裸鼠（~20 g）随机分两组。N₂O-mbs组（n=5）尾静脉注射N₂O-mbs（200 μL，1×10⁵/mL），对照组（n=5）注射生理盐水（200 μL）。21天后取所有小鼠主要器官（心、肝、脾、肺、肾）行HE染色。

N₂O-mbs体外SDT效率

氧自由基检测法参考前文[26]。简述：10 μL SOSG（500 μM）混合2 mL样品溶液。分组：C组（空白对照）加PBS；N₂O-mbs组加100 μL N₂O-mbs（1×10⁵/mL）于2 mL PBS；C₃F₈-mbs组加100 μL C₃F₈-mbs（1×10⁵/mL）于2 mL PBS；LIFU组PBS经超声照射（2 W/cm²；重庆医科大学超声成像研究所）100 s；LIFU-N₂O-mbs组加N₂O-mbs的PBS超声照射；LIFU-C₃F₈-mbs组加C₃F₈-mbs的PBS超声照射。实验组参数经实验结果分析比较及文献[27,28]咨询设定为2 W/cm²、100 s。超声治疗参数：频率650 kHz；焦距12.5 mm；脉冲波模式，50%占空比；脉冲宽度1 s。荧光光谱仪（Cary Eclipse，Agilent Technologies）测荧光强度（λ激发/λ发射=504 nm/525 nm）测定单线态氧（¹O₂）生成。超声强度和持续时间选择与体外细胞实验一致。

SOSG检测细胞外ROS生成后，用DCFH-DA ROS检测试剂盒检测细胞内ROS生成。MDA-MB-231细胞接种CLSM培养皿，密度约1×10⁵ cells/皿。随机分六组：对照组（无处理）、仅N₂O-mbs组（100 μL，1×10⁵ bubbles/mL）、仅C₃F₈-mbs组（100 μL，1×10⁵ bubbles/mL）、仅LIFU组（2 W/cm²，100 s）、LIFU-C₃F₈-mbs组、LIFU-N₂O-mbs组。孵育24 h贴壁后各组进行相应实验干预。各组皿加等量DCFH-DA（30 μM），避光孵育20 min。PBS轻柔洗涤3次去除未入细胞DCFH探针。CLSM测定细胞内ROS生成。为进一步验证N₂O-mbs SDT效率，细胞接种6孔板培养24 h随机分六组（同上）。各组进行相应处理。各组细胞消化制备适当浓度细胞悬液置于CLSM皿。CAM和PI双染区分死（红）活（绿）细胞后CLSM扫描。流式细胞术结合Annexin V-FITC/PI染色检测凋亡。处理1 h后各组细胞离心收集。Annexin V-FITC/PI双染后流式细胞仪（Becton-Dickinson，美国新泽西）检测。

N₂O-mbs体外声动力学效应增强HIFU治疗疗效

用HIFU系统（JC200，重庆HIFU技术有限公司）如前文[29]所述，由诊断超声单元、治疗超声单元和中央处理系统组成。HIFU治疗参数：工作频率0.94 MHz；焦距140 mm；直径220 mm；实时诊断换能器频率3.5 MHz。集成换能器浸没于脱气水中。评价N₂O-mbs对HIFU治疗增强效应：MDA-MB-231细胞离心，5×10⁵/mL，分四组：对照组（无处理）、仅HIFU组（125 W，5 s）、仅HIFU-N₂O-mbs组、仅HIFU-C₃F₈-mbs组。各组进行相应处理。处理后细胞离心PBS洗涤，Annexin V-FITC/PI双染收集流式细胞术检测。一氧化氮（NO）探针DAF-FM检测各处理组上清液NO。所有实验重复3次。TEM鉴定处理细胞超微结构形态。各处理后立即用2% OsO₄固定，分级乙醇脱水，Epon 812（Electron Microscopy Sciences，美国华盛顿）平嵌。超薄切片（100 nm），醋酸铀和柠檬酸铅染色，电镜观察。

N₂O-mbs体外和体内声动力学效应增强HIFU消融疗效

新鲜牛肝组织购自当地屠宰场，屠宰12小时内使用。少结缔组织和血管的新鲜体外牛肝切成10 cm×5 cm×5 cm块，37°C脱气1 h。牛肝分三组：C₃F₈-mbs组、N₂O-mbs组、PBS组。首先新鲜牛肝置于含脱气水容器中。按图6a方式直接向牛肝注射200 μL（1×10⁵ bubbles/mL）微泡PBS悬液。诊断超声换能器引导下将HIFU焦点定位注射部位。治疗换能器在牛肝注射部位施行不同功率（100 W、125 W、150 W）5 s消融。最后按测得靶区最大长、宽、深（mm）按公式V (mm³)=π/6×长×宽×深计算凝固坏死体积。此外记录各组HIFU消融前后诊断超声图像靶区灰度值。

20只负瘤小鼠随机分四组（n=5/组）：对照组（无处理）、HIFU-PBS组、HIFU-C₃F₈-mbs组、HIFU-N₂O-mbs组。小鼠静脉注射200 μL C₃F₈-mbs、N₂O-mbs、PBS后行HIFU（125 W，5 s）消融肿瘤。实体瘤HIFU消融过程类似体外牛肝。首先1%戊巴比妥（8 mL/kg）麻醉小鼠。小鼠肿瘤部位置于含脱气水容器中。诊断超声换能器引导HIFU焦点定位肿瘤组织。每3天记录小鼠体重和肿瘤体积。最后治疗21天处死所有小鼠，解剖取肿瘤组织行HE、增殖细胞核抗原（PCNA）染色、末端脱氧核苷酸转移酶dUTP缺口末端标记（TUNEL）。

统计分析

所有数据用GraphPad Prism（版本7，GraphPad Software Inc.，美国加州La Jolla）呈现分析。数据表示为均数±SD。每个实验重复至少3次。单因素ANOVA配合Bonferroni事后检验（多组比较）或Dunnett事后检验（多组与对照组比较）进行统计分析。P<0.05为统计学显著差异。

结果

N₂O-mbs表征

改进机械振荡法制备N₂O-mbs得高稳定乳白色悬液（图1a）。室温保存72 h后N₂O-mbs粒径和形态无显著变化。光镜下N₂O-mbs粒径均匀、分散性好、稳定性高（图1b）。N₂O-mbs浓度为5.12±0.45×10⁸ bubbles/mL。TEM图像（图1c）显示N₂O-mbs粒径均匀分布，平均粒径约450 nm。动态光散射结果显示流体动力学直径458.1±17.26 nm（多分散指数=0.368；图1d），与TEM结果一致。N₂O-mbs电位为-16.2±0.35 mV（图1e）（附件1：图S1）。

N₂O-mbs细胞内摄取与生物相容性

CCK-8法研究N₂O-mbs体外细胞毒性。对照组细胞活力定为100%。孵育24 h后结果显示对MDA-MB-231细胞无显著细胞毒性。即使高浓度N₂O-mb，细胞活力仍>95%（图2a）。健康裸鼠体内N₂O-mbs细胞毒性分析。图2b显示主要器官（心、肝、脾、肺、肾）组织病理分析：N₂O-mbs未引起小鼠显著毒性损伤。结果表明N₂O-mbs具有高生物相容性。

CLSM观察延长孵育时间（2 h、4 h）下N₂O-mbs细胞内摄取。DiI标记N₂O-mbs与细胞共孵育导致大量N₂O-mbs在癌细胞膜和胞质积累。图2c显示红色荧光N₂O-mbs与蓝色荧光细胞良好共定位。提示N₂O-mbs高效内化入MDA-MB-231癌细胞。

N₂O-mbs体外声动力学效应

SOSG为常用单线态氧检测探针，对氧自由基生成检测高灵敏可靠。为探索N₂O-mbs作为声敏剂潜力，用SOSG检测体外ROS生成[30,31]。SOSG与¹O₂结合生成SOSG-EP，表现为荧光强度增加。图3a显示超声照射含N₂O-mbs的SOSG溶液后荧光强度显著增加；与其余组相比，氧自由基生成显著增加（P<0.01）。

除检测超声照射N₂O-mbs后水溶液ROS生成外，用DCFH-DA ROS检测试剂盒测定N₂O-mbs细胞内ROS产生。图3b阳性对照组荧光最强。仅LIFU-N₂O-mbs组出现次强绿色荧光信号，揭示N₂O-mbs与LIFU照射共存时产生大量ROS。其余组未见明显荧光（图3c）。对照组细胞活力定100%。CCK-8结果显示LIFU-N₂O-mbs组约46%细胞死亡（图3d）。CLSM观察CAM/PI双染细胞死亡评价N₂O-mbs联合LIFU细胞毒性。CAM染活细胞绿色荧光，PI染死细胞红色荧光。图4a显示LIFU-N₂O-mbs组大量死细胞。流式细胞术结果显示联合N₂O-mbs与LIFU处理后MDA-MB-231细胞凋亡率显著高于其他组（P<0.05）（图4b）。联合C₃F₈-mbs与LIFU处理未引起明显细胞死亡或凋亡。结果进一步表明SDT引起广泛凋亡和坏死。流式结果与CLSM一致。表明N₂O-mbs联合LIFU体外诱导肿瘤细胞凋亡（附件2：图S2；附件3：图S3）。

癌细胞体外HIFU协同效应评估

流式细胞术结果见图5a。N₂O-mbs和C₃F₈-mbs均增加HIFU消融后MDA-MB-231细胞死亡率。且与HIFU-C₃F₈-mbs相比，N₂O-mbs显著增加MDA-MB-231凋亡（P<0.05；图5b）。NO检测结果显示HIFU-N₂O-mbs组上清液荧光强度显著高于其余组（P<0.05）（图5c）。TEM观察胞质和细胞器变化（图5d）。对照组（无处理）细胞形态完整。HIFU组细胞胞质大量空泡物质，但细胞膜和核膜仍完整。但HIFU-N₂O-mbs组和HIFU-C₃F₈-mbs组均显示细胞膜完整性丧失和细胞结构完全解体。值得注意的是TEM观察仅为各组处理后细胞死亡凋亡过程瞬间。N₂O-mbs作为外源微泡对HIFU治疗有明显协同效应。HIFU-N₂O-mbs组中N₂O-mbs声动力学效应可促进更多细胞凋亡。结果经流式检测和体内实验验证（附件4：图S4；附件5：图S5）。

N₂O-mbs作为HIFU治疗协同剂

HIFU消融离体牛肝后，靶区出现灰白色凝固坏死区（图6b）。HIFU前后靶区平均回声强度变化见图6c。与PBS组相比，C₃F₈-mbs组和N₂O-mbs组HIFU处理后靶区回声强度值显著增加（P<0.05）且随HIFU消融功率增加而增加。后两组凝固坏死体积和B模式超声图像靶区回声强度均随HIFU功率增加而增加（图6d,e）。

N₂O-mbs对HIFU治疗协同效应在体内进一步验证。图7a显示不同治疗21天后小鼠数码照片及相应肿瘤组织。N₂O-mbs联合HIFU治疗后肿瘤生长抑制更有效。HE、PCNA、TUNEL染色评价协同效应（图7b），显示N₂O-mbs联合HIFU照射导致比HIFU-C₃F₈-mbs组更大范围肿瘤细胞坏死。HIFU-N₂O-mbs组细胞形态改变更明显，包括核碎裂、核溶解，指示癌细胞大量坏死。

此外，21天内HIFU-N₂O-mbs组肿瘤体积呈更显著抑制趋势（图7c,d）。

讨论

HIFU作为新肿瘤治疗方法已获临床认可，在许多实体瘤治疗取得显著进展。热效应、空化效应、机械效应和声化学效应在HIFU消融中杀伤肿瘤细胞、造成靶区组织不可逆损伤起重要作用。HIFU对周围正常组织影响有限，本质是无创肿瘤治疗。然而，超声携带能量因传输距离增加、靶区血流吸收、体内骨骼或气体阻挡而衰减，导致靶区传递能量减少。但延长消融时间和增加治疗功率增加正常组织损伤风险，如皮肤烧伤、神经血管损伤等并发症。因此需提高HIFU疗效。许多研究证实微泡和SDT均可改善HIFU疗效。本研究制备N₂O负载微泡粒径较小，但具超声微泡造影剂相似特性。研究显示纳米/微泡体外成像能力与微泡相似，但体内能力大于微泡。故N₂O-mbs不仅可用于HIFU治疗超声引导定位，也可作为外源微泡增强HIFU疗效（附件6：图S6）。同时N₂O-mbs声动力学效应可有效提高HIFU疗效。超声激发后ROS生成是声敏剂最重要因素之一。为验证N₂O-mbs声敏性，本研究检测了细胞外和细胞内环境ROS生成。两测试一致结果显示N₂O-mbs可在水溶液和细胞内产生ROS。研究也显示溶液中空化核捕获气体（N₂和O₂）可发生裂解反应产生N和O自由基：N₂O→N₂+O₂，O₂→2·O，N₂→2N·，N·+HO·→NO+H·，NO+HO·→HNO。空化效应和微泡包裹优势降低N₂O反应难度。孵育细胞时N₂O-mbs表现良好生物相容性。纳米颗粒高选择性、高亲和力、高载药量，以及细胞主动吞噬促进N₂O-mbs高效结合癌细胞。纳米气泡显示渗透性增加、稳定性增强、易入细胞或聚集于细胞周围。此外，超声声穿孔效应可有效促进微泡进入细胞。

与传统微泡造影剂C₃F₈-mbs相比，N₂O-mbs超声照射后对细胞生长抑制更强，表现为细胞内ROS增加、细胞活力下降、凋亡和坏死。这些结果初步提示N₂O-mbs声动力学毒性效应。

HIFU协同实验中，实验组处理参数经实验结果分析比较及文献咨询设为125 W、5 s，验证低HIFU功率可诱导足够消融效应并减少不良反应。结果显示N₂O-mbs增加更多肿瘤细胞坏死和进展期凋亡。N₂O-mbs作为纳米级微泡协同剂，其响应HIFU的声动力学效应可能是实验结果差异原因。作为微泡，N₂O-mbs增加靶区HIFU能量沉积、升高靶区温度、增强HIFU热效应。空化效应产生与空化阈值和空化核浓度密切相关。N₂O-mbs作为空化核降低HIFU空化阈值、促进空化效应。因此N₂O-mbs有效促进细胞坏死。作为纳米级微泡协同剂，N₂O-mbs响应超声裂解产生自由基和氮氧化物。研究证实ROS是凋亡诱导重要因子。值得注意的是多种自由基均可损伤细胞。除产生氧自由基，N₂O裂解反应还可产生氮自由基等其他类型自由基，促进杀伤肿瘤细胞。HIFU处理后细胞上清液检测到少量一氧化氮（NO）生成，进一步表明N₂O裂解反应发生。An等人[44]报道NO可能有抗肿瘤功能，机制涉及NO攻击疑似铁酶导致细胞被困时无法生长分裂。此外不稳定NO可与氧分子相互作用形成羟基自由基（HO·）和NO₂。羟基自由基极强细胞毒性促进肿瘤细胞凋亡。NO也是内皮源性舒张因子。NO生成可能是HIFU手术期间患者高血充和异常肿胀原因。离体牛肝实验中仔细比较N₂O-mbs、C₃F₈-mbs、PBS存在下HIFU消融后B模式超声图像回声强度、病理改变、靶区凝固坏死体积。所有结果一致。与PBS相比，N₂O-mbs有效增强HIFU消融效应。该协同效应在体内实体瘤消融中表现更好，表现为肿瘤细胞凋亡增加、肿瘤体积减小、肿瘤生长抑制。该发现进一步表明N₂O-mbs可能是新型超声辅助剂，可用于促进HIFU热肿瘤消融。N₂O-mbs在HIFU中协同效应及机制为HIFU协同剂研究提供新思路和理论实践。但其他相关协同机制仍需进一步探索。HIFU联合N₂O-mbs肿瘤消融效应需进一步解决。

结论

总之，我们开发了N₂O-mb纳米颗粒。表征了N₂O-mbs特性和生物相容性。通过检测水溶液和细胞内ROS产生考察N₂O-mbs声敏性。与C₃F₈-mbs相比，N₂O-mbs产生ROS并促进肿瘤细胞凋亡坏死，表现出卓越声敏性。HIFU协同实验中，N₂O-mbs声动力学效应显著增加体外肿瘤细胞凋亡坏死，增加体外离体牛肝靶区凝固坏死体积和回声强度，体内有效抑制肿瘤生长。这些结果提示N₂O-mbs可作为新型声敏剂和超声治疗新型辅助剂，用于HIFU肿瘤消融。

数据与材料可用性

本文结论基于本文呈现展示的所有数据。

缩写

N₂O-mbs:

N₂O微泡

C₃F₈-mbs:

C₃F₈微泡

HIFU:

高强度聚焦超声

LIFU:

低强度聚焦超声

SOSG:

单线态氧传感器绿

SDT:

声动力学治疗

DPPC:

1,2-二十六酰基-rac-甘油-3-磷酸胆碱

DSPE-mPEG2000:

1,2-二硬脂酰基-sn-甘油-3-磷酸乙醇胺-N-[甲氧基(聚乙二醇)-2000]

DAPI:

4′,6-二脒基-2-苯基吲哚

DiI:

1,1′-二十八烷基-3,3,3′,3′-四甲基吲哚碳氰酸高氯酸盐

DCFH-DA:

2′,7′-二氯荧光素二乙酸酯

DAF-FM:

3-氨基,4-氨基甲基-2′,7′-二荧光素二乙酸酯

CAM:

钙黄绿素-AM

CCK-8:

细胞计数试剂盒-8

CLSM:

共聚焦激光扫描显微镜

TEM:

透射电镜

DMEM:

杜尔贝科改良鹰培养基

FBS:

胎牛血清

PBS:

磷酸盐缓冲液

DI:

去离子水

ROI:

感兴趣区域

ROS:

活性氧

NO:

一氧化氮