PLGA纳米颗粒在喉癌细胞与免疫细胞中的摄取定量研究：改善药物递送

摘要

聚（乙酸-共-乙醇酸，PLGA）基纳米药物的临床转化受限，部分原因在于非特异性吞噬细胞吞噬导致的递送效率低下。纳米颗粒在癌细胞与免疫细胞间的相互作用机制仍不清晰。本研究首次对荧光PLGA颗粒（100 nm、500 nm、1 µm）在喉癌细胞与单核/巨噬细胞的单培养与共培养系统中的细胞内化进行了定量研究。PLGA颗粒在5–20 µg/mL浓度下表现出良好的生物相容性，仅500 nm和1 µm颗粒在20 µg/mL时轻微降低细胞活力。显微镜观察显示三种尺寸颗粒均能被癌细胞和巨噬细胞有效摄取；然而荧光定量分析揭示，与单培养相比，共培养中癌细胞对所有PLGA颗粒的摄取指数（单个癌细胞平均胞内颗粒荧光强度与单个巨噬细胞的比值）显著下降（100 nm、500 nm、1 µm颗粒分别为1.35→1.05、1.50→0.59、1.4→0.47）。流式细胞术定量分析进一步证实了共培养中癌细胞摄取指数降低，但巨噬细胞单细胞颗粒计数增加。研究还发现PLGA处理后巨噬细胞融合形成多核巨细胞的比例增加，这可能被进一步开发为肿瘤药物递送的潜在策略。总体而言，这些发现为纳米颗粒-免疫-癌细胞相互作用提供了新见解，有助于推动PLGA基纳米载体在喉癌治疗中的应用。

引言

癌症是全球主要致死原因之一，2018年约有1000万新增死亡病例[1]。喉癌（源自喉部的癌细胞）是头颈部鳞状细胞癌（HNSCC）中第二常见的恶性肿瘤，2018年约18万新发病例和9.5万死亡病例[2]。目前，靶向药物作为手术、放疗、化疗等传统疗法的补充选择正在开发中[3]。科学界正加速开发新型药物纳米载体（如微针）、个性化抗癌药物和治疗性抗体靶向递送系统，以提高药物靶向性和疗效、减少副作用[4]。

纳米载体广泛用于负载顺铂、紫杉醇、多西他赛等抗癌药物，以改善其水溶性、生物利用度和稳定性，从而提升递送效率和疗效[3,4]。总体而言，基于纳米颗粒的药物递送可将多种物质（如蛋白质、抗体、疫苗、核酸）输送至动物模型和患者体内的特定区域[4,5]。然而，所谓的增强渗透和滞留效应（EPR效应）导致不同癌症类型的靶向效率差异巨大[6]。近期证据表明，纳米药物载体（此处为金纳米颗粒）在肿瘤中的沉积主要依赖于转细胞运输过程[7]，这是一种跨细胞生物运输，物质/纳米颗粒通过内吞、囊泡转运、胞吐等过程跨越细胞。值得注意的是，关于靶向药物递送机制的矛盾结果，凸显了利用从体外细胞培养到组织离体培养再到动物体内研究等多种实验策略，理解细胞与纳米药物/纳米颗粒相互作用基础的关键重要性。

脂质体、白蛋白纳米颗粒、二氧化硅纳米颗粒和聚（乳酸-共-乙醇酸，PLGA）等多种纳米载体已用于治疗包括喉癌在内的不同癌症[4]。聚合物基纳米颗粒如胶束和PLGA因其多样的纳米药物制剂配方（简单混合或共价偶联）、优异的自组装能力、高药物负载能力和生物相容性，在生物医学应用中潜力巨大[8,9]。例如，聚乙二醇（PEG）修饰的PLGA纳米载体共载阿霉素和吲哚菁绿，可实现乳腺癌的协同化疗-光热疗法[10]。体外和体内研究均显示，顺铂负载胶束对头颈鳞癌原位瘤模型（如SAS-L1和HSC-2）具有优异抗癌活性[11]。尽管PLGA、胶束等多种聚合物纳米药物载体已获临床批准或处于临床试验阶段[4,6]，但更多聚合物纳米药物仍在临床前研究中，利用不同头颈癌细胞系和动物异种移植瘤模型[11-14]。

科学证据强调了宿主免疫反应对纳米药物载体的重要性，因为一旦纳米颗粒进入体内，必然会被免疫系统识别。巨噬细胞作为细胞宿主防御的第一道防线，专门通过吞噬作用中和清除过敏原、微生物和外来颗粒（如纳米载体），并启动免疫应答。大多数新设计的纳米载体在体内无法靶向特定病变区域或肿瘤，主要因为单核吞噬细胞系统（MPS）如肝脏库普弗细胞、脾脏红髓巨噬细胞对纳米颗粒的高效清除[15]。因此，理解免疫细胞（如单核细胞和巨噬细胞）对纳米颗粒的细胞摄取机制至关重要，这决定了纳米载体在相关组织和生物流体中的存留时间。新兴的体外细胞共培养系统因能更好地反映体内条件，在纳米医学和毒理学领域日益受到关注[16]。确实，共培养系统已被证明能真实模拟健康和疾病组织状态[17]，并可靠用于纳米颗粒细胞摄取和药物吸收研究[18-21]。利用癌细胞-免疫细胞共培养模型，为探究纳米材料进入细胞的摄取途径和机制提供了合适平台，有助于设计更靶向癌细胞、同时减少纳米颗粒吞噬的纳米载体。因此，确定免疫细胞存在下纳米颗粒在癌细胞中的摄取效率和命运至关重要。大多数纳米载体设计直径为50–200 nm以利用EPR效应并延长血液循环，而较大纳米颗粒（>500 nm）据报可被MPS高效清除[6]。FDA批准的纳米载体PLGA，选取100、500、1000 nm三种尺寸，用于研究UM-SCC-17A（经典喉鳞癌细胞系）[22]和THP-1（人急性单核细胞系）的摄取能力。多项体外研究已将PLGA纳米载体用于单培养中递送药物杀伤HNSCC癌细胞[12,13,23]，本研究首次利用不同尺寸PLGA，在共培养模型中同步探究免疫细胞和喉癌细胞对纳米颗粒的摄取效率和机制，这可能为头颈鳞癌治疗的新型本质安全纳米药物开发提供基础依据。

材料与方法

材料

本研究使用Sigma-Aldrich三种商品化PLGA颗粒，尺寸分别为100 nm、500 nm、1000 nm。所有颗粒均负载绿色荧光团，激发/发射波长为460/500 nm。颗粒以粉末形式收到，悬浮于蒸馏水中制备10 mg/mL储备液。利用马尔文Zeta Sizer Nano仪器（马尔文仪器公司，英国）进行动态光散射（DLS）测定颗粒水动力直径和Zeta电位。各颗粒储备液按1:100稀释于80 µL蒸馏水中测定，每种颗粒按厂家说明重复测定3次。

UM-SCC-17A和THP-1细胞培养及颗粒暴露

人喉癌细胞系UM-SCC-17A和人单核/巨噬细胞系THP-1分别购自Sigma-Aldrich（美国）和上海恒亚生物科技公司（中国）。UM-SCC-17A细胞用DMEM[22]，THP-1细胞用RPMI-1640培养基，均补充10% FBS（Gibco，德国）和1%青霉素-链霉素溶液（Gibco，德国），37℃、5% CO₂条件下培养。THP-1细胞播种前用100 nM佛波醇酯（PMA，Sigma，美国）处理72 h诱导分化为巨噬细胞。两种细胞每3天用0.5%胰蛋白酶-EDTA传代，每日检查形态确保细胞健康。

单培养细胞用于WST-1和LDH实验时，以0.1×10⁶ cells/well密度接种于24孔板；荧光显微镜实验接种于孔板内无菌玻片上。共培养模型中，先接种UM-SCC-17A细胞5万/well过夜，再加入THP-1细胞5万/well。颗粒悬浮于各自培养基（单培养）或1:1混合培养基（共培养）中，终浓度5、10、20 µg/mL（WST-1/LDH实验）或10 µg/mL（荧光显微镜），孵育24 h。

流式细胞术（FACS）测定时，按上述方式接种于12孔板，单培养25万/well，共培养各12.5万/well。培养过夜后以10 µg/mL PLGA颗粒孵育24 h。

细胞活力检测

采用WST-1试剂盒（罗氏，德国）按说明书测定。简述：WST-1溶液按1:10稀释于相应培养基（单培养）或1:1混合培养基（共培养）。暴露后弃上清，加入500 µL WST-1工作液，37℃孵育30 min。离心14,000 rpm、10 min除去颗粒，用Infinite®F200酶标仪（Tecan，美国）在450 nm测定吸光度（OD值）。以仅含WST-1工作液的空白样本校正，相对细胞活力与未处理对照（设为100%）比较。

细胞膜渗漏检测

采用商品化LDH细胞毒性检测试剂盒（罗氏，德国）测定乳酸脱氢酶释放，评估PLGA颗粒细胞毒性。暴露24 h后收集上清，14,000 rpm、10 min离心，1:10稀释于200 µL完全培养基。阳性对照为0.2% Triton X-100处理细胞37℃、15 min释放总LDH，1:50稀释。样本加入100 µL LDH工作液，室温反应30 min，加50 µL 1% HCl终止反应。Infinite®F200在492 nm测定吸光度，相对LDH浓度按下式计算：

相对LDH浓度 = (样本OD - 空白OD) / (阳性对照OD - 空白OD) × 5 × 100%

荧光显微镜观察

Hoechst染色定位颗粒。暴露24 h后用PBS洗涤3次，4%甲醛固定10 min，室温。再用含1:1000 Hoechst和1% BSA的PBS染色液200 µL孵育30 min。盖玻片倒扣载玻片上，滴DAKO抗荧光淬灭剂观察。荧光显微镜设四个光学通道：明视野观察细胞形态、DAPI观察细胞核、GFP观察颗粒。记录各荧光图像颗粒通道曝光时间，用于不同颗粒荧光强度均一化。用ImageJ（https://imagej.nih.gov/ij/）随机选区计算胞内颗粒荧光强度。比较单培养或共培养UM-SCC-17A细胞不同颗粒的摄取指数。简述：计算每种细胞类型如50个细胞的平均荧光强度（MFI），即特定区域总荧光强度（I_total）与同尺寸无颗粒区域自发荧光（I_auto）的差值[24,25]。癌细胞摄取指数 = UM-SCC-17A的MFI / THP-1的MFI（单培养或共培养模型）。计算公式：

摄取指数 = (I_total1 - I_auto1 (MFI_UM-SCC-17A)) / (I_total2 - I_auto2 (MFI_THP-1))

荧光激活细胞分选（FACS）

FACS定量测定三种颗粒的细胞摄取能力。暴露24 h后用PBS洗涤3次去除培养基和游离颗粒，0.5%胰蛋白酶-EDTA（Gibco，德国）37℃消化4 min，加2 mL完全培养基终止反应，细胞悬液移入玻璃管，300×g、4℃离心5 min。弃上清，200 µL PBS重悬置于冰上。先用前向散射（FSC-A）-侧向散射（SSC-A）门控活细胞，排除碎片和死细胞。共培养细胞用APC通道对FSC-A，按细胞大小分离UM-SCC-17A和巨噬细胞。每样本分析3万细胞，计算单细胞平均荧光强度并跨颗粒归一化。同时，颗粒孵育24 h后收集培养上清、洗涤缓冲液（3次洗涤去除表面残留颗粒）和细胞（胰酶消化），用微孔板读数仪（Infinite®F200，Tecan）测定荧光强度。此法可确定各组细胞摄取颗粒百分比。例如，12孔板（总计25万细胞）中每细胞暴露约3万个100 nm PLGA颗粒（5 µg剂量），平均单细胞内化约1.3万个，约占给药剂量的43%。该递送百分比可进一步计算共培养系统中各细胞类型的颗粒计数。

细胞融合定量

巨噬细胞融合形成多核巨细胞（MGC）定义为：形态上在正常细胞质内含两个或更多细胞核，可在明视野和荧光图像中同步清晰识别[26]。融合百分比 = MGC核数（人工计数） / 总细胞数（ImageJ自动计数）。

统计分析

用GraphPad V8.0软件（GraphPad Software Inc.，美国圣地亚哥）统计分析和作图。单因素方差分析后，多组比较用Holm-Sidak法，两组比较用t检验。所有实验独立重复3次，数据以mean ± STD表示。p < 0.05 (*) 和 p < 0.01 (**) 为显著差异。

结果与讨论

聚（乳酸-共-乙醇酸）颗粒表征

PLGA颗粒荧光显微图（图1a,b,c）显示荧光强度强劲，制备后14天内荧光信号无显著下降（附件1：S1），提示粒径分布均一、荧光稳定性高。供应商标称100、500、1000 nm PLGA颗粒实测粒径分别约为80.6±19.3 nm、542.6±128.3 nm、951.9±237.5 nm（图1d,e,f）。Zeta电位测定显示，三种颗粒平均表面电荷分别为-20.6±5.3、-17±4.6、-16.5±3.5，多分散指数分别为0.057、0.056、0.062，表明高度单分散。所有颗粒涡旋振荡后水浴超声5 min以消除聚集，但100 nm和1000 nm颗粒仍观测到约4-6 µm的小峰，对应极少量（约3-4%）不可避免的聚集。

细胞活力与细胞毒性评价

PLGA颗粒凭借优异的生物相容性和可降解性，获FDA和欧洲药品管理局批准用于生物医学应用[27,28]，广泛用于临床和临床前研究作为纳米载体靶向递送药物。然而，免疫系统（如肝脏库普弗细胞的高吞噬作用）至少部分阻碍了PLGA颗粒的靶向效率和治疗疗效[15]。因此，建立先进体外模型研究癌细胞、免疫细胞与颗粒的相互作用，以更好地模拟体内药物递送至关重要。UM-SCC-17A是从原发性喉癌标本分离的独特喉鳞癌细胞系[29]，但其在共培养系统（如巨噬细胞与癌细胞共孵育）中的体外细胞摄取效率信息仍不足，亟待解决以提高体内反应预测能力。此外，颗粒尺寸和表面修饰在动物模型和细胞培养中对实体瘤、病变部位和癌细胞的递送能力起重要作用[30-33]。本研究因此选用三种尺寸PLGA作用于UM-SCC-17A癌细胞，考察颗粒尺寸对单培养和共培养系统中细胞摄取和胞内分布的影响。

采用WST-1法测定单培养THP-1、UM-SCC-17A及两者共培养的细胞活力。所有浓度下100和500 nm PLGA处理组均无明显细胞死亡，但500 nm和1 µm PLGA在最高浓度（20 µg/mL）显著降低单培养UM-SCC-17A细胞活力（图2a）。预期中，THP-1细胞经三种PLGA（5-20 µg/mL）24 h孵育后活力无显著影响（≥95%，以未处理细胞为100%，图2b）。共培养系统中，100和500 nm PLGA三个剂量均不改变细胞活力，而20 µg/mL 1 µm PLGA处理组活力显著下降（图2c）。

LDH实验评估颗粒细胞毒性，通过测定胞外LDH量反映细胞膜损伤。单培养UM-SCC-17A处理不同剂量1 µm PLGA时，LDH水随剂量轻微升高，但即使最高浓度20 µg/mL也未观察到明显细胞毒性（图3a）。三种尺寸PLGA各浓度均未诱导单培养THP-1细胞显著LDH释放，表明无显著毒性，与细胞活力结果高度一致（图3b）。共培养实验中，所有颗粒不同浓度对两种细胞的LDH释放水平均显示优异生物相容性（图3c）。总体而言，本研究使用的颗粒尺寸范围（100 nm至1 µm）覆盖了典型纳米载体尺寸（50-200 nm，如脂质体、胶束、树枝状聚合物、聚合物、微细胞），也覆盖了亚微米颗粒（500 nm仍可视为纳米颗粒，如肺部清除途径与10-100 nm纳米颗粒相同[34]）和微米级1 µm颗粒。除500 nm和1 µm PLGA在最高浓度对UM-SCC-17A和共培养细胞有轻微影响外（存活率仍>85%），这些PLGA颗粒均未对单/共培养系统中的THP-1和/或UM-SCC-17A细胞表现出明显细胞毒性，表明其适合药物递送系统应用。

单培养与共培养系统中PLGA细胞摄取能力

图4展示单培养和共培养系统中细胞形态（图4a,d,g）、细胞核与100 nm纳米颗粒（图4b,e,h）及合并放大图（图4c,f,i）。对照组未处理细胞无颗粒观察到（附件1：S2）。单培养巨噬细胞胞浆中观察到大量大尺寸100 nm PLGA纳米颗粒团聚（图4c）。单培养UM-SCC-17A对100 nm PLGA表现出优异摄取能力，细胞膜内可见明亮绿色荧光信号（图4f）。为更好展示共培养中THP-1或UM-SCC-17A胞内PLGA积累及胞外颗粒，采用明视野与荧光图像叠加（附件1：S3）。共培养系统中，两种胞在明视野下形态和大小可区分：巨噬细胞呈圆形、体积小；癌细胞体积大、呈梭形。然而，共培养中癌细胞因巨噬细胞高摄取100 nm PLGA而表现出摄取不足。这符合预期，因巨噬细胞是执行吞噬功能清除外来微生物、过敏原和颗粒的高效特异性免疫细胞。图5和图6分别展示500 nm和1 µm PLGA在单细胞或混合细胞培养中的定性摄取分析。值得注意的是，此处使用的10 mg/mL浓度下，不同尺寸PLGA处理后两种细胞形态均未改变（图4a,d,g，图5a,d,g，图6a,d,g）。500 nm和1 µm PLGA在单培养UM-SCC-17A中显示比单培养THP-1更强荧光强度（图5e,f，图6e,f）。共培养孵育中（图5h,i，图6h,i），癌细胞信号明显减弱，颗粒荧光强度低于巨噬细胞。巨噬细胞快速高效吞噬所有类型颗粒，导致共培养系统中癌细胞无法摄取足够颗粒。为定量分析吞噬作用对癌细胞不同尺寸PLGA摄取能力的影响，进行了半定量光学分析。简述：基于如50个含颗粒单细胞计算颗粒荧光强度均值，癌细胞摄取指数 = 单个癌细胞平均胞内颗粒荧光强度 / 单个巨噬细胞平均胞内颗粒荧光强度（图7）。单培养中，100 nm PLGA癌细胞摄取指数约1.34±0.19，提示单培养中癌细胞摄取颗粒多于巨噬细胞（图7）。这不奇怪，因PLGA颗粒高粘性和喉癌细胞体积较大。同理，500 nm和1 µm PLGA在单培养中也被癌细胞大量内化，摄取指数分别约1.5±0.25和1.4±0.31。共培养系统中巨噬细胞存在导致大颗粒摄取指数大幅下降（500 nm为0.59±0.12，1 µm为0.47±0.1）。而100 nm PLGA在混合细胞培养中两种细胞内化能力相当。总体结果提示，单培养和共培养环境中癌细胞和巨噬细胞摄取颗粒可能依赖不同摄取途径。且巨噬细胞存在降低癌细胞对PLGA颗粒的细胞内化，特别是大颗粒，这一生物学现象在体内纳米药物递送研究中也已观察到[3,15]。

流式细胞术定量细胞摄取

流式细胞术广泛用于定量颗粒-细胞相互作用，如树突状细胞对20-1000 nm聚苯乙烯颗粒的尺寸依赖性摄取[35]。本研究利用FACS分析单培养和共培养系统中纳米颗粒阳性细胞百分比及阳性细胞颗粒数，通过颗粒阳性细胞总荧光强度与总给药剂量荧光归一化，计算单细胞平均颗粒数。例如，约70%的500 nm PLGA沉积于癌细胞，残留于培养上清（附件1：S4）。Tecan酶标仪测定的荧光强度与平均/总FACS信号（图8中P5、P6的FITC信号值）比较，估算共培养系统颗粒数。共培养接种约半数为巨噬细胞，半数为癌细胞。单培养中，癌细胞积累约13,000个100 nm PLGA单颗粒，巨噬细胞约9,700个（图8i），与显微镜观察一致。单培养癌细胞摄取500 nm和1 µm PLGA颗粒数显著较低（分别为164±30和45±15），相应巨噬细胞颗粒数略低（图8i）。单细胞颗粒数与文献一致[24]；如上皮细胞平均沉积2,500个十六烷基三甲基溴化铵修饰金纳米颗粒，而PEG修饰金纳米颗粒每细胞仅几十个[36]。共培养系统中，癌细胞100 nm颗粒数略有增加，但巨噬细胞内化增强更显著。比较单培养至混培摄取指数，100 nm PLGA下降约25%。500 nm和1 µm PLGA在共培养中摄取指数显著下降约2.5倍和3倍（图8i）。总体而言，巨噬细胞存在显著影响癌细胞摄取能力，特别是大颗粒，与上述观察高度一致。

目前文献报道癌细胞摄取不同尺寸和表面修饰颗粒涉及多种途径：网格蛋白介导的内吞、小窝蛋白介导的内吞、网格蛋白和小窝蛋白非依赖性内吞、微吞饮、大吞饮等[37]。如<200 nm氧化铁聚集体经网格蛋白介导内吞进入MCF-7细胞，较大聚集体倾向大吞饮[38]。另一研究显示100 nm普通聚苯乙烯颗粒主要经大吞饮摄取，羧基化聚苯乙烯颗粒倾向网格蛋白介导内吞途径[25]。吞噬作用是中性粒细胞、树突状细胞、单核/巨噬细胞等免疫细胞的经典摄取途径。摄取途径紧密依赖药物递送囊泠的多种参数：颗粒尺寸、化学组成、表面修饰、培养环境蛋白、细胞类型等。通常多种摄取途径共同参与，如300-400 nm壳聚糖纳米颗粒在HeLa细胞内化涉及小窝蛋白介导内吞、网格蛋白介导内吞和大吞饮[39]。63 nm胆固醇修饰葡聚糖纳米颗粒经大吞饮和网格蛋白介导内吞进入人肝癌细胞[40]。多项研究显示PLGA颗粒细胞摄取涉及不同内吞途径，其中网格蛋白非依赖性内吞是体外模型中PLGA内化的主要途径[23,24,37]。不过，一旦进入细胞，本研究使用的PLGA颗粒极可能被内溶酶体系统（早期内体、循环内体、晚期内体、溶酶体）捕获[41]。值得注意的是，目前缺乏体外共培养或三培养系统中细胞摄取机制的研究，这是未来需要探索的方向。

PLGA纳米颗粒诱导细胞融合

大量科学证据表明，单核/巨噬细胞融合形成多核巨细胞（MGCs）发生于广泛的生物学过程中[42,43]。生物材料植入体内引起异物反应，特征为巨噬细胞融合形成MGCs和纤维包裹[44]。多种人和鼠原代细胞（肺泡巨噬细胞、脾巨噬细胞、小胶质细胞、骨髓源巨噬细胞、血单核细胞）及细胞系（RAW264.7、UG3）在体外常观察到形成MGCs[26,45]。众所周知，当巨噬细胞因颗粒或植入体过大无法通过吞噬清除时，会形成融合表型。目前尚不清楚100-1000 nm易被吞噬的颗粒尺寸范围内，体外巨噬细胞融合是否与颗粒尺寸相关。本研究显微镜下观察到所有组别均有细胞融合（图9）。仅当荧光和明视野图像中多个细胞核共享同一细胞质时，才确认为细胞融合。对照组无颗粒处理THP-1细胞自发形成巨细胞（图9a），融合比例约占总细胞10%（图9h），与文献一致[46]。单培养中100 nm和500 nm PLGA呈尺寸依赖性诱导细胞融合，而1 µm PLGA未显著增加融合，可能因10 µg/mL浓度下每细胞暴露1 µm PLGA颗粒数较少（约60个）。共培养癌细胞时，所有组别MGC形成比例均高于对应单培养组。特别是共培养1 µm PLGA融合显著增至19%。共培养500 nm PLGA组融合增加最显著，可能归因于颗粒尺寸大且单细胞摄取颗粒数充足。

巨噬细胞融合涉及的分子机制已广泛探究，取得实质性进展[43]。如巨噬细胞融合受体CD47和CD44共同介导融合过程及巨细胞后续分化[42]，miR-223经纳米囊泡递送可减弱融合[47]。未来研究应聚焦于确定调控颗粒诱导巨噬细胞融合的关键分子及巨细胞膜表达的主要受体。另一重要问题是MGCs的命运。据信融合颗粒或刺激的MGCs随后可能经历凋亡或坏死[48]，导致未消化颗粒或其他巨大物质释放至体外其他细胞或体内生物组织，进一步诱导长期炎症反应或肉芽肿。另一方面，巨噬细胞融合本身可能有利于纳米药物递送，如肿瘤组织中药物从巨噬细胞再释放至癌细胞，可能代表增强的肿瘤杀伤能力。更重要的是，未来纳米医学研究应探讨如何利用巨噬细胞融合进行纳米载体药物递送，改善疾病诊断和治疗。这不仅因为巨噬细胞是体内丰富的免疫细胞类型，具有优异的纳米药物摄取能力，还因为它们可用于靶向基因递送修复受损组织。

结论

据我们所知，本研究首次报道了100 nm至1 µm尺寸范围PLGA颗粒在共培养UM-SCC-17A喉癌细胞和THP-1单核/巨噬细胞中的竞争性细胞摄取。此处收集的数据证明免疫细胞可在体外改变/降低癌细胞对颗粒的内化，这与体内纳米载体药物递送研究的先前发现相似。本文还证实了PLGA颗粒诱导的尺寸依赖性和细胞培养相关的巨噬细胞融合。未来研究应探究共培养系统中的摄取机制，设计新方法在吞噬细胞存在下提高喉癌细胞的摄取指数。此外，在进行动物体内实验甚至临床试验前，需对共培养或三培养三维系统中纳米药物载体的胞内运输和命运进行详尽评估，这类系统能更好地模拟体内条件。

数据与材料可用性

本研究生成或分析的所有数据均包含在本已发表文章中（及其补充信息文件）。

缩略语

PLGA:

聚（乳酸-共-乙醇酸）

HNSCC:

头颈部鳞状细胞癌

EPR:

增强渗透和滞留效应

NPs:

纳米颗粒

ICG:

吲哚菁绿

MPS:

单核吞噬细胞系统

LDH:

乳酸脱氢酶

FACS:

荧光激活细胞分选

MGC:

多核巨细胞

DLS:

动态光散射