具有疏水修饰的普鲁兰多糖纳米颗粒的米托蒽醌新型递送抑制膀胱癌细胞以及纳米药物大小对抑制效率的影响

背景

化疗是肿瘤的常用治疗方法。但由于缺乏组织特异性,化疗的治疗效果有限,且往往具有强烈的副作用[1, 2]。因此，利用纳米颗粒（NP）制剂增强化疗药物靶向能力的研究不断增加[3,4,5]。

通过增强通透性和保留（EPR）效应被动靶向肿瘤组织后，纳米药物如负载NP的小分子抗肿瘤药物主要通过两种方式发挥其功效：（1）通过在肿瘤组织中释放和进入细胞以游离形式发挥功效和 (2) 通过以微粒形式被细胞吸收并在细胞中释放以发挥药效作用 [6, 7]。当纳米药剂被动靶向肿瘤时，两种方法中哪一种起主要作用，或者两者是否同时起主要作用，是否涉及其他因素，是一个复杂的问题。由于肿瘤组织的代谢活动、缺血缺氧和乳酸的积累，以及肿瘤组织的细胞外液呈弱酸性，许多纳米药物在酸性环境中表现出增加的释放，以提高疗效[8]。纳米药物在酸性环境中的药物释放效率与纳米材料的理化性质密切相关，也受纳米颗粒大小的影响[9,10,11]。 NPs被动靶向肿瘤组织后，由于肿瘤细胞具有吞噬功能，纳米药物制剂主要通过胞吞作用和细胞膜蛋白介导的复杂过程进入细胞[12, 13]。纳米药物在细胞内溶菌酶降解作用下释放药物并发挥疗效[14]。

靶组织中靶细胞的摄取效率与纳米材料的性质、表面修饰、形态、电荷和纳米颗粒大小密切相关[15,16,17,18]。细胞摄取在很大程度上取决于 NP 大小。 Her-gold NPs 的内在化（内吞作用）高度依赖于尺寸，NPs 的最有效吸收发生在 25 至 50 nm 范围内 [19]。极小或极大的 NPs 吸收效率低下。 40 到 50 nm 大小是受体介导的内吞作用的临界点 [20]。此外，NP 大小影响细胞毒性。在比较 45 和 90 nm 的 NP 时，聚合物 NP 的大小与细胞毒性呈负相关 [21]。 NPs的大小影响药物在肿瘤组织中的释放以及细胞的摄取效率，最终对药物的疗效起重要作用。

多糖的局部粘附提高了定位和靶向功能。外部癌细胞的酸性环境导致多糖纳米药物的部分释放，在被动靶向肿瘤组织后引发载药NPs和游离药物的双重治疗作用[22, 23]。

普鲁兰多糖无毒，在体内易降解，其胆固醇是体内固有物质，安全适合作为药物载体[24, 25]。胆固醇疏水改性支链淀粉 (CHP) 聚合物具有疏水性胆固醇基团和亲水性糖链，可以自组装成具有疏水性中心核和亲水性壳的纳米球状结构 [26, 27]。两亲聚合物自组装成球状结构的纳米颗粒，疏水核由胆固醇基等疏水基团形成[28]。

米托蒽醌是一种广谱抗癌活性蒽环类抗生素，可以嵌入DNA并抑制拓扑异构酶II，是一种经典的抗肿瘤药物。然而，由于其心脏毒性，米托蒽醌的使用受到限制。米托蒽醌通过疏水相互作用加载到 CHP NPs 的疏水中心，形成 CHP 纳米制剂，通过 EPR 效应具有被动靶向作用。与游离药物相比，载药 CHP NPs 显示出药物毒性降低和抗癌效率提高 [29, 30]。 CHP聚合物中的疏水基团胆固醇驱动NP核结构的形成，在一定范围内，疏水基团取代度越高，NP的尺寸越小[31, 32]。 CHPs 的稳定性优于至少 2 个月，没有显着的尺寸和 zeta 电位变化，并且支链淀粉纳米颗粒可以靶向肿瘤组织通过 EPR 效应杀死癌细胞 [33, 34]。

在这项研究中，我们使用经胆固醇疏水修饰的支链淀粉 (CHP) NPs 作为抗肿瘤药物载体来加载米托蒽醌。通过合成不同琥珀酸酐胆固醇酯 (CHS) 电荷比的 CHP 聚合物生成不同尺寸的米托蒽醌负载支链淀粉 NP，以研究 NP 尺寸对药物缓释、酸性环境中药物释放、对膀胱癌的毒性的影响细胞、细胞摄取效率和细胞迁移。本实验评估了被动靶向NPs的大小范围，以筛选出合适的NPs作为药物载体并具有更强的药效。

材料和方法

试剂和仪器

米托蒽醌来自阿拉丁化学（上海）；透析袋（BioSharp，美国，8000~12,000 Da）来自天津君耀生物科技有限公司。其他试剂来自北京新泽科技。

我们使用了日本 F-4500 荧光分光光度计、J-810 圆二色色谱仪（日本 Jasco Co.）、粒度分析仪（MALVERN，Nano 2S-90，日本）和投影电子显微镜（JEM-100CXII，日本） .

CHP聚合物的合成与表征及胆固醇取代度的计算

之前报道了琥珀酸酐 CHS 的合成 [35]。将 0.5 g 支链淀粉样品溶解在 15 mL 脱水二甲基亚砜中备用。 CHS（糖单位/CHS =0.20、0.15、0.05 mmol/mmol）、4-二甲基吡啶（DMAP∕CHS =1 mmol/mmol）和1-（3-二甲基氨基丙基）-3-乙基-碳二亚胺盐酸盐（EDC∕） CHS =1.2 mmol/mmol)分别溶于10 mL DMSO中，室温搅拌，活化1小时；将活化反应滴入普鲁兰多糖溶液中； 48 小时后停止反应。将反应物滴入 200 mL 无水乙醇中，然后形成白色沉淀。抽滤，产物用适量的乙醇、四氢呋喃和乙醚洗涤，然后在80°C下干燥。获得了三种具有不同胆固醇取代度的 CHP 聚合物：CHP-1、CHP-2 和 CHP-3 [36]。普鲁兰多糖和 CHP 聚合物 10-20 毫克在超声波条件下用 DMSO-d6 溶解， ¹ 检查了 H NMR 谱。 CHP聚合物中胆固醇的取代度是根据α-1,4和α-1,6糖苷键和亚甲基峰下面积确定的。

载药热电联产纳米粒的制备和表征

如 [37, 38] 所述合成载有米托蒽醌的 CHP NP，载药 NP 通过透析获得，三种 CHP NP 各用 40 毫克替换为不同程度的胆固醇，并用 4 毫克米托蒽醌作为备用。将新制备的载药纳米颗粒或冻干后分散在蒸馏水中的载药纳米颗粒滴在带有碳支撑膜的铜网上，滤纸沥干。将网格置于干燥器中，然后将 2% (w /w )加入磷钨酸(2%)，自然干燥后呈阴性，透射电子显微镜(TEM)观察[38]。将新制备的载药纳米颗粒或载药纳米颗粒冻干后分散在蒸馏水中的溶液倒入比色皿中，放入粒度仪进行检测。每个样品经过 3 次处理，得到大小均匀、电位均匀的 NPs。

载药热电联产 NP 的载药量和包封效率的测量

负载米托蒽醌的 CHP NPs 的载药量 (LC%) 和包封率 (EE%) 测定如下 [31, 39] 如下：

药物释放研究

将三种类型的米托蒽醌负载 NP 置于磷酸盐缓冲盐水 (PBS) 和 pH =6.8 和 4.0 的释放介质中。体外透析研究米托蒽醌的释放，并按文献[40]计算累积释放百分比(Q%)。

细胞系和培养条件

由P Guo博士（西安交通大学泌尿外科研究所，西安，陕西，中国）提供的鼠膀胱癌细胞系MB49在补充有10％胎牛血清（Hyclone，Logan）的DMEM（Lonza）中培养, UT, USA) 和 1% 青霉素-链霉素，温度为 37°C，在含有 5% CO2 的加湿空气中。

细胞活力测定

通过基于四唑的测定评估细胞活力。简而言之，细胞以 2 × 10 ⁴ 96 孔培养板中的每孔，并使其附着 24 小时。在实验开始时优化了不同的接种密度。细胞在培养箱中用不同浓度的米托蒽醌处理 24 小时。将 0.0078、0.0156、0.03125、0.0625、0.125、0.25、0.5 和 1 μM 的米托蒽醌溶解在补充有 1% 胎牛血清的 DMEM 中。将一定量的 50 μL MTT 四唑鎓盐 (Sigma) 以 2 mg/mL 溶解在 Hank's 平衡溶液中，加入指定处理的每个孔中，并在 CO2 培养箱中孵育 5 小时。最后，从每个孔中吸出培养基并加入 150 μL DMSO (Sigma) 以溶解甲臜晶体。使用Dynatech MR5000酶标仪在测试波长490 nm和参考波长630 nm处获得各孔的吸光度。

米托蒽醌的 IC50 值由剂量-反应曲线确定。通过 MTT 比较了具有三个取代度的三个 NPs 浓度（0.0625、0.125、0.25 μM）。实验步骤同米托蒽醌。

细胞凋亡评估

使用膜联蛋白 V-FITC/碘化丙啶 (PI) 通过流式细胞术测定细胞凋亡率。简而言之，将处理过的细胞用冷 PBS 洗涤两次，然后以 2 × 10 ⁶ 重悬于结合缓冲液中 细胞/毫升，根据制造商的说明。然后，将 5 μL Annexin V-FITC 和 5 μM PI 添加到 100 μL 细胞悬液中，并在室温下避光孵育 30 分钟。加入300 μL结合缓冲液后，1 h内流式细胞仪检测到标记细胞。

所有早期凋亡细胞（Annexin V-FITC 阳性 [染成绿色]，PI 阴性）、坏死细胞（Annexin V-FITC 阴性、PI 阳性）、晚期凋亡细胞（双阳性）以及活细胞（双阴性）通过流式细胞术（FCM）检测并使用Cell Quest软件（Becton Dickinson）进行分析。异硫氰酸荧光素 (FITC) 的氩激光激发波长为 488 nm，发射波长为 530 nm（FL-1 通道），PI 的发射波长为 670 nm（FL-3 c3 通道）。此外，通过荧光显微镜检查细胞凋亡。首先，1.0 ×10 ⁵ 将细胞接种在 96 孔培养板中，24 小时后，细胞按上述处理，然后 24 小时后，将 100 μL 结合缓冲液、1 μL Annexin V-FITC 和 1 μLPI 在室温避光加入细胞中15 min，低温保存，荧光显微镜观察。

细胞迁移分析

共 8 × 10 ⁵ 将细胞接种在六孔板中并使其完全融合。使用鸡尾酒棒损伤单层。如图所示，将细胞与无血清 DMEM 一起温育。在 0、6、12、24 和 48 小时拍摄数字图像。使用Image J计算平均面积，实验重复3次。

结果与讨论

CHP 结合物和胆固醇的替代程度

¹ CHP（带有 TMS 的 DMSO-d6，ppm）的 H NMR 值为 2.53 ppm（2 个亚甲基，–OCH2CH2O–）。图 1 显示了 ¹ H NMR 光谱，证实胆固醇通过琥珀酸间隔臂化学键合到支链淀粉长链上。在不同进料比（a、b、c）下合成的三种 CHP NP 的光谱显示出支链淀粉的特征峰； α-1-4 和 α-1,6 糖苷键分别为 ∂4.68(1Hα1-6)、∂5.05(1Hα1-4) 和 ∂2.53（2 个亚甲基，-OCH2CH2O-），这也很容易区分。新的特征峰出现在 0.40 到 2.40（胆甾骨架上的氢），这证实了三种 CHP 聚合物的合成成功。峰下面积反映了原子数，胆甾醇取代度可按下式计算[41]：

CHP-1 (a ), CHP-2 (b ) 和 CHP-3 (c )

$$ \mathrm{DS}=\frac{A_{\partial 2.53}}{4\left({A}_{\partial 4.68}+{A}_{\partial 5.05}\right)}\times 100\ % $$

其中A ∂4.68和A ∂5.05的总和表示糖单元的数量，A∂ 2.53是胆甾醇琥珀酸的-OCH2CH2O-中的氢原子数，A∂2.53/4是-OCH2CH2O-的数量，即琥珀酸酐CHS中胆固醇的数量。因此，上式将 CHP 分子中的胆甾醇取代度表示为每 100 个葡萄糖单元的胆甾醇基团数。计算的胆固醇和支链淀粉糖单元的进料比和摩尔比分别为1/5、3/20和1/20，三种合成的CHP-1、CHP-2和CHP-3的取代度聚合物分别为 6.82%、5.78% 和 2.74%。支链淀粉链上胆固醇的取代程度随着饲料比例的增加而增加。然而，实际取代度低于两种进料比。

支链淀粉链在溶剂中可能以柔韧的卷曲链形式存在，加入一定量的胆固醇后，接枝的胆固醇显示出较大的分子位阻，影响琥珀酰胆固醇与羟基的进一步直接酯化反应。在普鲁兰多糖链上。反应难度明显增加，取代度变小。

载药 CHP NP 及其大小

CHP-1、CHP-2 和 CHP-3 的三个空白 CHP NP 的尺寸为 79.1、104.9 和 166.8 nm。在一定的取代度下，疏水性随着胆固醇取代度的增加而增强。疏水性越强，CHP 自聚集的 NPs 形成的疏水核越紧密，从而减小了 NPs 的尺寸 [42]。图 2 显示了载药 CHP NP 的大小。 CHP-1、CHP-2 和 CHP-3 的粒径分别为 86.4、162.30 和 222.28 nm。在相同的药材比下，聚合物疏水基取代度高的载药NP粒径较小，但载药NP粒径大于未包封药物-包含具有相同取代度的空白NP。随着米托蒽醌进入疏水核，纳米颗粒的粒径增加。在图 2d 中，载药 CHP NP 的 zeta 电位为 - 1.12 mV。图 2e 是载药纳米颗粒的 TEM 图像。

加载米托蒽醌 (CHP-1 (a ), CHP-2 (b ), CHP-3 (c ))，潜在图像（CHP-2 (d )) 和 TEM 图像（CHP-2 (e ))

不同尺寸载药纳米粒在不同酸性介质下的药物释放

当药物与CHP聚合物比例相同时，载药CHP-1、CHP-2和CHP-3纳米粒的载药率和包封率分别为8.17%和88.92%； 7.62% 和 82.28%；分别为 4.83% 和 50.67%。 CHP 聚合物中胆甾醇疏水取代度越高，形成的粒径越小，载药率和包封率越高。图 3 显示了三种载药 CHP NP 的药物释放曲线。在 PBS 中，药物释放 48 小时。 CHP-1、CHP-2和CHP-3的释放率分别为38.73%、42.35%和58.89%。三种纳米颗粒均表现出缓释特性，但纳米颗粒尺寸越小，疏水性越强，药物释放越慢。在 pH 6.8 时，CHP-1、CHP-2 和 CHP-3 的药物释放率分别为 43.82%、49.48% 和 64.18%。在弱酸性条件下，CHP NPs 持续释放药物，但释放速率显着增加。在 pH 4.0 下，药物释放 48 小时后，CHP-1、CHP-2 和 CHP-3 的药物释放率分别为 51.25%、56.23% 和 75.46%。 CHP NP药物在较低pH值下的释放显着加快，尤其是CHP-3 NP，这是三种CHP NPs中最大的一种。

米托蒽醌 (MTO) 从磷酸盐缓冲盐水中的支链淀粉 NP 释放（黑色方块：CHP-1，白色圆圈：CHP-2，黑色向下三角形：CHP-3），pH 6.8（白色向上三角形：CHP- 1、黑色菱形：CHP-2，白色方块：CHP-3）和 pH 4.0（黑色三角形：CHP-1，白色菱形：CHP-2，黑色圆圈：CHP-3）在 37°C 体外>

加载米托蒽醌的 CHP NP 的细胞毒性

在 MTT 测定中（图 4），米托蒽醌抑制膀胱癌细胞生长的 IC50 值在 24、48 和 72 小时分别为 0.25、0.20 和 0.06 μM（表 1）。我们将 24 小时视为给药时间。

米托蒽醌和纳米粒处理对膀胱癌细胞系MB49细胞增殖的影响。通过基于四唑的测定法评估细胞活力，并用米托蒽醌和 0 至 0.5 μg/mL 的纳米药物处理 24、48 和 72 小时，对鼠膀胱癌细胞系 MB49 进行评估

<图>

由于游离米托蒽醌和米托蒽醌-CHP NPs的浓度相同且给药相同，图5中的MTT实验结果表明游离米托蒽醌浓度比米托蒽醌-CHP NPs对膀胱癌细胞的毒性更大。三种胆固醇取代度的米托蒽醌-CHP NPs的细胞毒作用最强的是CHP-3，其次是CHP-2，最弱的是CHP-1。

游离米托蒽醌和载有米托蒽醌的 CHP NPs 在 24 小时的细胞毒性（蓝色方块：米托蒽醌，粉红色圆圈：CHP-1，绿色三角形：CHP-2，红色三角形：CHP-3）

尽管各种浓度的米托蒽醌-CHP NPs对膀胱癌细胞的毒性作用相似，尤其是CHP-2和CHP-3，但CHP-1的作用显着降低。每种浓度的 CHP-1 都显示出这种现象。因此，米托蒽醌-CHP NP尺寸越大，细胞毒性越强。

NPs的治疗作用有两个部分：(1) NPs的细胞摄取；(2) NPs释放到细胞外，药物自由进入细胞发挥作用。由于游离米托蒽醌比米托蒽醌-CHP NPs具有更强的作用，因此在相同的药物剂量下，CHP-3比其他两种CHP NPs具有更强的治疗作用。 CHP-3的释放最快，CHP NPs的治疗效果主要取决于纳米药物制剂释放后细胞内游离米托蒽醌的毒性。

米托蒽醌-CHP NPs的细胞凋亡

我们使用免疫荧光和流式细胞术比较了相同浓度的 0.2 μg/mL 米托蒽醌和三种载药 CHP NPs 对 MB49 细胞凋亡的影响。与三种米托蒽醌-CHP NPs 相比，游离米托蒽醌对细胞凋亡的作用更强（图6）。然而，CHP-3的作用最强，最弱的是CHP-1。进一步证实了之前的MTT结果。

米托蒽醌和纳米药物在 24 小时后对 MB49 膀胱癌细胞的凋亡 (a DMSO，b 米托蒽醌，c CHP-3，d CHP-2，e CHP-1)：A.荧光显微镜检测Annexin V-FITC/PI双染色，早期凋亡细胞Annexin V-FITC阳性染色（绿色），坏死细胞PI阳性（红色），晚期凋亡细胞双染色阳性（黄色）。 B. 细胞凋亡率由 FCM 确定。活细胞（Q3），早期凋亡率（Q4），晚期凋亡率（Q2），坏死细胞（Q1）。细胞染色越多，凋亡率越高

加载米托蒽醌的 CHP NP 的细胞迁移

通过与对照相比，观察到游离米托蒽醌和三种 CHP NP 抑制 MB49 细胞迁移的 24 小时和 48 小时能力（图 7）。游离米托蒽醌的迁移抑制并不比三种 CHP NPs 强得多。在MTT法和细胞凋亡试验中，游离药物的迁移抑制作用强于三种CHP NPs，主要是因为游离药物更容易进入细胞杀死癌细胞。同样在细胞迁移实验中，游离药物可能比CHP纳米药物更有效地抑制细胞迁移，这可能是由于某些CHP纳米药物没有在细胞之间被吞噬，从而导致癌细胞的迁移阻力。此外，三种CHP NPs在抑制癌细胞迁移方面没有差异，因此NPs形成的空间位阻在细胞迁移中起重要作用。因此，载药CHPNPs以两种方式抑制癌细胞：（1）细胞外释放是主要方式，纳米药物将药物释放到细胞外并作为游离药物杀死癌细胞，CHP-3 NPs毒性更大与其他CHP NPs相比，（2）癌细胞外的CHP NPs产生空间阻力，从而阻止癌细胞的迁移。

单独使用米托蒽醌和负载米托蒽醌的 CHP NPs 在伤口愈合试验中显示迁移受损。 一 DMSO，b 米托蒽醌，c CHP-3，d CHP-2，e 热电联产-1。图像显示了不同时间划痕区域的间隙； A0、A24、A48分别代表DMSO处理0、24、48小时

本研究的目的是筛选合适大小的 CHP NPs 作为药物载体，并为 CHP NPs 的治疗作用提供实验证据。我们合成了三种甾醇取代的支链淀粉聚合物（CHPs）CHP-1、CHP-2和CHP-3，胆固醇取代度分别为6.82%、5.78%、2.74%，直径分别为86.4、162.30和222.28纳米。三种米托蒽醌-CHP NPs 48 h 的药物释放率分别为38.73%、42.35% 和58.89%。聚合物中的疏水取代度与 NPs 的自组装过程有关，影响它们的大小，从而影响药物释放速率。在酸释放介质中，释放显着加速。 NP越大，药物释放速度越大。在第 24 小时，IC50 值为 0.25 M，米托蒽醌对膀胱癌细胞生长的抑制效果最佳。载药量最大的CHP-3 NPs对膀胱癌细胞的毒性最强，而CHP-3 NPs对促进细胞凋亡的作用最强。所有NPs均能抑制MB49细胞的迁移，其中大尺寸CHP-3 NPs的抑制作用最强。

两亲聚合物可以在水溶液中自组装成纳米颗粒；例子是多糖支链淀粉和壳聚糖，它们可以通过小分子的疏水改性改性成两亲聚合物，并在水溶液中自组装成球形纳米颗粒，以疏水基团为核心，亲水糖链壳[43, 44]。在自组装过程中，疏水基团是形成纳米颗粒的驱动力，也是形成其壳核结构的关键。亲水基团的性质和分子量也对纳米颗粒的形成和大小有重要影响 [45, 46]。同一种聚合物用少量疏水基团修饰时，疏水取代度应适中，只有在一定范围内，疏水取代基才能自组装成纳米颗粒。如果疏水取代度太高，聚合物的疏水性太强，不利于自组装。如果疏水取代度太低，疏水驱动力太小，无法形成纳米颗粒[47]。

在本研究中，我们通过设计合适的进料比，成功合成了三种不同胆固醇取代度的CHP聚合物，并且都可以自组装成一定尺寸的NPs。在 CHP 聚合物的自组装过程中，米托蒽醌等疏水性药物可以嵌入 NPs 的疏水中心以形成载药 NPs（图 8）。载药NPs的大小与聚合物CHP的取代度有关：取代度越高，尺寸越小。聚合物的取代度也会影响自组装后加载到 NPs 中的药物量。当聚合物与药物的比例相同时，取代度越高，载药量越大[48]。此外，聚合物与药物的比例影响包封效率和载药量。只有当进料比在合适的范围内时，载药量和包封率才会相对较高[31]。纳米颗粒的药物释放直接影响其治疗效果，这与纳米材料的种类、纳米颗粒的表面电荷和疏水基团、释放介质的pH值以及人血清白蛋白（HSA）在体内的吸附密切相关。 [49, 50]。载有米托蒽醌的 CHP NPs 的药物释放显示缓慢释放。大尺寸的CHP NPs的药物释放更快，酸性环境中的NPs释放更快。较大尺寸的纳米颗粒的药物释放速度更明显、速度更快。

负载米托蒽醌的热电联产纳米颗粒（NPs）的自组装

癌症化疗是目前治疗癌症的主要方式，但化疗药物没有组织特异性，对正常组织有毒性，有的会对免疫细胞造成很大的损伤，损害整体治疗效果[51, 52]。纳米药物可以通过EPR效应被动靶向癌组织，从而减少药物在非靶组织中的沉积，降低毒副作用。在这项研究中，我们使用膀胱癌细胞作为模型癌细胞，我们讨论了 NPs 和 NPs 大小对膀胱癌的影响。游离米托蒽醌的抗肿瘤作用强于CHP NPs；然而，如果给予整个药物，米托蒽醌不是组织特异性的。这些药物引起的组织沉积和消瘦以及毒副作用都不会像纳米药物治疗那样有效。因此，游离药物对癌细胞的毒性作用和对细胞迁移的抑制作用优于载药NPs，这并不表明CHP纳米的整体治疗效果不如游离米托蒽醌。我们指出疏水取代度对纳米药物尺寸的影响以及纳米尺寸对载药量、药物释放、细胞毒性和癌细胞迁移的影响。 NPs通过EPR效应被动靶向癌组织后，载药NPs的治疗效果主要来源于药物在组织中的释放和NPs向细胞的释放（图9）。 CHP NPs 的治疗效果是其细胞外或细胞内释放起主导作用。从细胞实验来看，CHP NPs的尺寸有很强的影响：尺寸越大，释放的药物越多，但药物的量是一样的。因此，CHP-NPs的治疗效果可能主要取决于组织中的释放而不是细胞摄取。

负载米托蒽醌的CHP NPs主要通过定位释放在肿瘤组织中的治疗效果

许多经典的NPs用作药物载体，我们制备的CHP NPs优于其他NPs。例如，生物遗传NPs（如外泌体、细胞外囊泡-模拟物、模块化细胞外囊泡）很难制备[53]。常见脂质体的靶点分布不理想，其不稳定性仍是一个问题[54]。无机纳米粒子如量子点纳米粒子非常稳定，但作为异物，其生物相容性较差，可能对人体产生副作用[55]。 CHP NPs 很容易制备，我们可以通过控制疏水取代程度来控制它们的大小 [48]。由于它们在体内可被淀粉酶直接降解，因此具有良好的生物相容性[56]。此外，CHP NPs 具有良好的稳定性和优异的药物释放特性[57]。缺点是它们不可避免地会被单核吞噬系统部分吞噬[58]。需要更多的研究来减少系统对纳米颗粒的去除，提高纳米颗粒的有效血药浓度。

结论

载有米托蒽醌的 CHP NPs 的大小与聚合物中胆固醇取代的程度有关。疏水取代度越高，尺寸越小，载药量和包封率越大，药物释放越慢。在酸性条件下，酸性越强，CHP NPs 的释放越快。此外，较大尺寸的 NPs 的释放是最好的，较大尺寸的 NPs 可以比较小尺寸的 NPs 更好地抑制膀胱细胞的生长和迁移。 CHP NPs主要通过在细胞外释放纳米级药物来杀死癌细胞。